bradford法测定蛋白质含量的原理是考马斯亮蓝G250与蛋白质结合可以显色，用分光光度计在吸光度595nm处读数，通过标准蛋白与G250结合显色建立标准曲线，再加待测蛋白与G250结合显色后读数代入标准曲线测定蛋白质含量。
不利因素主要是特殊蛋白的结构，缓冲液组分中有干扰试剂等。
双缩脲法和Folin—酚试剂法的明显缺点和许多限制，促使科学家们去寻找更好的蛋。取6支试管分别标号，前5支试管分别加入不同浓度的标准蛋白溶液，最后一支试管加待测蛋白质溶液，不加标准蛋白溶液，每支试管液体总量通过加入蒸馏水补足而保持一致。
扩展资料：
双缩脲法：首先利用标准蛋白溶液和双缩脲试剂绘制标准曲线，将待测血清与硫酸钠在待测试管中混合，并用只加入硫酸钠不含血清的试管作为对照，将两支试管加入等量的双缩脲试剂，充分混合后于37℃环境中放置10分钟，在540nm波长进行比色，以对照管调零，读取吸光度值，由标准曲线上直接查出蛋白质含量。双缩脲法常用于0.5g/L～10g/L含量的蛋白质溶液测定。
参考资料来源：百度百科-蛋白值测定
采用Bradford法，即考马斯亮蓝法测定蛋白质的含量。原理是考马斯亮蓝在电离状态下呈现棕红色，最大吸光量为488nm。当与蛋白质结合时，它变成蓝色，并且蛋白质与色素结合时在波长595nm处吸收光最大。其吸光值与蛋白质含量成正比，可用于蛋白质的定量测定。
蛋白与考马斯亮蓝在2min左右达到平衡，反应非常迅速。粘结剂在室温下保持稳定1h。该方法制备的试剂简单，操作方便，反应灵敏度高。灵敏度比Lowry法高4倍，可测定微克水平的蛋白质含量。主要的不利因素是特殊蛋白的结构和缓冲液中的干扰剂。
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考马斯亮蓝法测定蛋白质含量流程：
1、Bradford浓染液的配制：将100mg考马斯亮蓝G-250溶于50ml 95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，然后，用蒸馏水补充至200ml，此染液放4℃至少6个月保持稳定。
2、标准曲线蛋白质样本的准备：尽量使用与待测样本性质相近的蛋白质作为标准品，例如测定抗体，可用纯化的抗体作为标准。如果待测样本是未知的，也可用抗体作为标准蛋白。通常在20ug—150ug/100ul之间绘制标准曲线。
3、将待测样本溶于缓冲溶液中，该缓冲溶液应与制作标准曲线的缓冲溶液相同(最好用PBS)。
4、按1：4用蒸馏水稀释浓染料结合溶液，如出现沉淀，过滤除去。
5、每个样本加5ml稀释的染料结合溶液，作用5～30min。染液与蛋白质结合后，将由红色变为蓝色，在595nm波长下测定其吸光度。注意，显色反应不得超过30min．
6、根据标准曲线计算待测样本的浓度。
注意：该方法用于大多数蛋白质的定量是比较精确的，但不适用于小分子碱性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去污剂的浓度超过0．2%影响测定结果。如TritonX-100、SDS、NP-40等。
参考资料来源：百度百科-考马斯亮蓝法
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